Поглощение и рассеяние лазерного излучения в суставном хряще при обработке очага хондропатии

Обоснование: Остеоартроз – одно из наиболее распространённых заболеваний, приводящих к потере трудоспособности. Артроскопическая лазерная обработка суставного хряща является эффективным и перспективным методом лечения остеоартроза, однако её методика может быть улучшена за счёт результатов данного исследования.

Цель исследования: экспериментальная оценка коэффициентов поглощения и рассеяния лазерных излучений с длинами волн λ=1.55 мкм и λ=0.97 мкм в тканях суставного хряща и установления роли этих излучений в механизме лазерного воздействия при лечении хондропатии.

Материалы и методы: Из образцов хрящевой ткани свиньи были изготовлены тонкие срезы толщиной 100 мкм и 200 мкм. Срезы подвергались воздействию лазерных излучений с длинами волн λ=1.55 мкм и λ=0.97 мкм. Для измерения оптических свойств образов был использован «метод подвижных интегрирующих сфер».

Результаты: При прохождении через хрящевую ткань, коэффициент поглощения для излучения λ=0,97 мкм составил 0,14±0,02 мм-1 для излучения λ=1,55 мкм - 0,8±0,1 мм-1. Коэффициент рассеяния для излучений с λ=0.97 и с λ=1.55 составил 19±2 мм-1 и 3,7±0,4 мм-1 соответственно.

Заключение: 1) При прохождении через толщу суставного хряща коэффициент поглощения (μа) у лазерного излучения с λ=0,97 мкм значительно ниже чем у лазерного излучения с λ=1,55 мкм. 2) При прохождении через толщу суставного хряща коэффициент рассеяния (μs) у лазерного излучения с λ=0,97 мкм значительно выше чем у лазерного излучения с λ=1,55 мкм. При лазерной обработке очага хондропатии сочетанным излучением λ=0,97 мкм + λ=1,55 мкм, излучение λ=1,55 мкм «сглаживает» поверхность суставного хряща в очаге хондромаляции позволяя достигать восстановления структурности суставной поверхности, а параметры излучения λ=0,97 мкм в толще суставного хряща позволяют запустить механизмы фотобиомодуляции в суставном хряще и подлежащей субхондральной кости.

1. Glyn-Jones S., Palmer A. J. R. Agricola, AJ Price, TL Vincent, H. Weinans . AJ Carr, Osteoarthritis. Lance., 2015; 386(9991): 376-87 Doi: 10.1016/S0140-6736(14)60802-3

2. Madry H., Kon E., Condello V., Peretti G.M., Steinwachs M., Seil R., Berruto M., Engebretsen L., Filardo G., Angele P. (2016) Early osteoarthritis of the knee. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc, 2016;24:1753-1762 Doi: 10.1007/s00167-016-4068-3

3. Корнилов Н. Н., Денисов А. А. Парадигма раннего гонартроза: обзор современных возможностей диагностики и лечения (часть 1) //Терапевтический архив // 2017; 12-2(89):238-243.

4. Иванников С. В Лазерная артроскопическая хирургия (Дегенеративно-дистрофические поражения коленного сустава). Москва, 2001; 19 с.

5. Перспективы лечения дискогенных компрессионных форм пояснично-крестцовых радикулитов с помощью пункционных неэндоскопических лазерных операций // Сандлер Б. И. [и др.]. Владивосток. 2004. 181 с.

6. Лазерная инженерия хрящей / Баграташвили В. Н. [и др.]. Москва. 2006. 448 с.

7. Sobol E. etal. Laser regeneration of spine discs cartilage: mechanism, in-vivo study and clinical applications. Proceedings of Light-Activated Tissue Regeneration and Therapy Conference. Springer, Boston, MA, 2008. Pp. 259-266. Doi: 10.1007/978-0-387-71809-5_24

8. Holden P. K. et al. The effects of laser irradiation of cartilage on chondrocyte gene expression and the collagen matrix. Lasers in Surgery and Medicine: The Official Journal of the American Society for Laser Medicine and Surgery, 2009; 7(41):487-491 Doi: https://doi.org/10.1002/lsm.20795

9. Wong B. J. F. et al. Identification of chondrocyte proliferation following laser irradiation, thermal injury, and mechanical trauma. Lasers in Surgery and Medicine: The Official Journal of the American Society for Laser Medicine and Surgery, 2005; 1(37):89-96 Doi: https://doi.org/10.1002/lsm.20180

10. Yusupov V. I., Chudnovskii V. M., Bagratashvili V. N. Laserinduced hydrodynamics in water-saturated biotissues. 1. Generation of bubbles in liquid. Laser physics 2010; 7(20):1641-1646 Doi:10.1134/S1054660X1014001X

11. Yusupov V. I., Chudnovskii V. M., Bagratashvili V. N. Laser-induced hydrodynamics in water-saturated biotissues: 2. Effect on delivery fiber. Laser Physics, 2011; 7(21): 1230-1234 Doi:10.1134/S1054660X11140015

12. Yusupov V. I. et al. Laser-induced hydrodynamics in water-saturated tissue: III. Optoacoustic effects. Laser Physics, 2013; 1(24): 015601 Doi:10.1088/1054-660X/24/1/015601

13. Yusupov V. I. et al. Generation of acoustic waves by cw laser radiation at the tip of an optical fiber in water. Acoustical Physics, 2016; 5(62): 537-544. Doi:10.1134/S1063771016050183

14. O’Conor C. J., Case N., Guilak F. Mechanical regulation of chondrogenesis. Stem cell research & therapy, 2013; 4(4): 1-13 Doi:10.1186/scrt211

15. Fahy N., Alini M., Stoddart M. J. Mechanical stimulation of mesenchymal stem cells: Implications for cartilage tissue engineering. Journal of Orthopaedic Research, 2018; 1(36): 52-63 Doi :10.1002/jor.23670

16. Juang Y. M. et al. Proteomic analysis of chondrocytes exposed to pressure. Biomedical Chromatography, 2010:12(24): 1273-1282 Doi:10.1002/bmc.1436

17. Mizuno S., Ogawa R. Using changes in hydrostatic and osmotic pressure to manipulate metabolic function in chondrocytes. American Journal of Physiology-Cell Physiology, 2011;6(300): 1234-1245 Doi:10.1152/ ajpcell.00309.2010

18. Karamesinis K. et al. Continuous hydrostatic pressure induces differentiation phenomena in chondrocytes mediated by changes in polycystins, SOX9, and RUNX2. Journal of Orofacial Orthopedics/ Fortschritte der Kieferorthopädie, 2017;1(78):21-31 Doi:10.1007/s00056- 016-0061-1

19. Sobol E. N. et al. Laser-induced regeneration of cartilage. Journal of Biomedical Optics, 2011; 8(6): 080902. Doi:10.1117/1.3614565

20. Alexandrovskaya Y. M. et al. Mechanisms of laser activation of chondrocytes in osteoarthritis healing. Laser Physics Letters, 2018;8(15): 085601 Doi: 10.1088/1612-202X/aac746

21. Баум О. И. Механизмы модификации хрящевой ткани и тканей глаза под действием лазерного излучения. Москва. 2016. 22 с.

22. Лазерная обработка хондромаляции суставного хряща / А. В Лычагин. и [др.]. // Лазерная медицина. 2022;4(25): 9-15 Doi: https://doi.org/10.37895/2071-8004-2021-25-4-9-15

23. Welch A. J., Van Gemert M. J. Optical-thermal response of laserirradiated tissue New York: Springer, 2011; 2:47 doi: 10.1007/978-90-481-8831-4

24. Yaroslavsky I. V. et al. Inverse hybrid technique for determining the optical properties of turbid media from integrating-sphere measurements. Applied Optics, 1996;34(35): 6797-6809 doi: 10.1364/AO.35.006797

25. Kovalenko N. V. et al. Optical properties of biological tissues evaluation with a hybrid goniometer and integrating-sphere technique and Monte Carlo mathematical modelling. Journal of Physics: Conference Series, 2019;1(1391):012025 Doi: 10.1088/1742-6596/1391/1/012025

26. Jacques S. L., Wang L. Monte Carlo modeling of light transport in tissues. Optical-thermal response of laser-irradiated tissue, Springer, Boston, MA, 1995; pp. 73-100 Doi: 10.1007/978-1-4757-6092-7_4

27. Юсупов В.И., Минаев Н.В., Свиридов А.П. Установка для определения оптических характеристик тонких образцов // Приборы и техника эксперимента // 2019;6:130-131 doi: 10.1134/S0032816219050276

28. Sviridov, A. P., Zhigarkov, V. S., Shubnyi, A. G. E., Yusupov, V. I. Optical fields in porous polylactide matrices. Quantum Electronics, 2020;1(50):81 doi: 10.1070/QEL17236

29. Karpova TK, Kovalenko NV, Aloian GA, Ryabushkin OA. Mathematical modelling of optical radiation transport in biological tissues under the conditions of moveable integrating spheres registration. In Journal of Physics: Conference Series, 2021;1(209):012026 doi: 10.1088/1742-6596/2090/1/012026

30. Amaroli A. et al. An 808-nm diode laser with a flat-top handpiece positively photobiomodulates mitochondria activities. Photomedicine and Laser Surgery, 2016;11(34): 564-571 https://doi.org/10.1089/pho.2015.4035

31. Fekrazad R. et al. Effect of photobiomodulation on mesenchymal stem cells. Photomedicine and laser surgery, 2016;11(34);533-542 https:// doi.org/10.1089/pho.2015.4029

32. Bagratashvili, V. N., Bagratashvili, N. V., Gapontsev, V. P., Makhmutova, G. S., Minaev, V. P., Omel’chenko, A. I., ... & Tsypina, S. I. Change in the optical properties of hyaline cartilage heated by the near-IR laser radiation. Quantum Electronics, 2001;6(31):534 Doi: 10.1070/QE2001v-031n06ABEH001996

33. Ebert, D. W., Roberts, C. J., Farrar, S. K., Johnston, W. M., Litsky, A. S., & Bertone, A. L. (1998). Articular cartilage optical properties in the spectral range 300--850 nm. Journal of Biomedical Optics, 1998;3(3):326-333 Doi: 10.1117/1.429893

34. Sviridov, A. P., & Kondyurin, A. V. Optical characteristics of cartilage at a wavelength of 1560 nm and their dynamic behavior under laser heating conditions. Journal of Biomedical Optics, 2010;5(15):055003 Doi: 10.1117/1.3484749

35. Khan, B., Kafian-Attari, I., Nippolainen, E., Shaikh, R., Semenov, D., Hauta-Kasari, M., ... & Afara, I. O. Articular cartilage optical properties in the near-infrared (NIR) spectral range vary with depth and tissue integrity. Biomedical optics express, 2021;10(12):6066-6080 Doi: 10.1364/BOE.430053